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Dec 03, 2023

Écophysiologie et génomique de l'eau saumâtre adaptée SAR11 sous-clade IIIa

Le volume 17 de la revue ISME,

The ISME Journal volume 17, pages 620–629 (2023)Citer cet article

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L'Ordre Pelagibacterales (SAR11) est le groupe le plus abondant de bactérioplancton hétérotrophe dans les océans mondiaux et comprend plusieurs sous-clades avec des distributions spatio-temporelles uniques. La sous-clade IIIa est le principal groupe SAR11 dans les eaux saumâtres et partage un ancêtre commun avec la sous-clade d'eau douce dominante IIIb (LD12). Malgré sa dominance dans les environnements saumâtres, la sous-clade IIIa manque d'études génomiques ou écologiques systématiques. Ici, nous combinons des génomes fermés de nouveaux isolats IIIa, de nouveaux MAGS IIIa de la baie de San Francisco (SFB) et 460 génomes SAR11 hautement complets accessibles au public pour l'étude pangénomique la plus complète de la sous-clade IIIa à ce jour. La sous-clade IIIa représente une famille taxonomique contenant trois genres (appelés sous-groupes IIIa.1, IIIa.2 et IIIa.3) qui avaient des distributions écologiques distinctes liées à la salinité. L'expansion de la sélection des taxons au sein de la sous-clade IIIa a également établi une différenciation métabolique précédemment notée dans la sous-clade IIIa par rapport aux autres sous-clades SAR11 telles que la prototrophie glycine / sérine, la présence de shunt de glyoxylate en mosaïque et le potentiel de synthèse de polyhydroxyalkanoate. Notre analyse montre en outre une flexibilité métabolique parmi les sous-groupes au sein de IIIa. De plus, nous constatons que la sous-clade IIIa.3 relie les clades marins et d'eau douce en fonction de son potentiel de transport de soluté compatible, d'utilisation du fer et de potentiel de gestion du bicarbonate. L'expérimentation en culture pure a validé les plages de salinité différentielle dans IIIa.1 et IIIa.3 et a fourni des données détaillées sur la taille et le volume des cellules IIIa. Cette étude est une avancée importante pour comprendre la différenciation génomique, écologique et physiologique de la sous-clade IIIa et l'histoire évolutive globale de SAR11.

Le clade SAR11 (Pelagibacterales) est un ordre diversifié de bactérioplancton qui constitue jusqu'à 40 % des bactéries hétérotrophes dans les océans mondiaux de surface [1, 2]. Le clade englobe plusieurs sous-clades qui présentent des distributions spatio-temporelles uniques dans les eaux mondiales correspondant à la structure phylogénétique du groupe [1, 3]. Une grande partie de ce que l'on sait sur SAR11 provient de la sous-clade Ia, y compris les souches bien caractérisées HTCC1062 et HTCC7211 [4,5,6]. Des études axées sur ces organismes et d'autres génomes au sein d'Ia ont défini SAR11 comme des hétérotrophes marins oligotrophes rationalisés par le génome canonique [7,8,9] avec des besoins nutritionnels spécifiques [10], des systèmes de régulation simples [7, 11, 12], des auxotrophes pour les acides aminés clés. acides et vitamines [13, 14], répartition du flux de carbone pour l'assimilation ou l'énergie en fonction des concentrations de nutriments externes [15] et sensibilité à la sélection purificatrice au sein de populations étroitement apparentées [16]. Des études sur les sous-clades SAR11 non Ia ont fourni des preuves d'adaptations génomiques et biogéographiques supplémentaires spécifiques à la sous-clade. Par exemple, la sous-clade Ic contient des changements génomiques subtils tels que la composition en acides aminés, l'augmentation de la taille de l'espaceur intergénique et les gènes codant pour les composants de la paroi cellulaire comme des adaptations probables au bathypélagique [17]. Certains membres des sous-clades II et Ic possédaient des gènes pour la réduction des nitrates dans les zones minimales d'oxygène, fournissant la première preuve du métabolisme anaérobie facultatif dans SAR11 [18]. La sous-clade d'eau douce LD12/IIIb a été récemment cultivée et sa croissance dans les faibles salinités saumâtres et la perte de gènes d'osmorégulation fournit une hypothèse pour l'adaptation de SAR11 dans les écosystèmes d'eau douce [19, 20].

Une autre sous-clade SAR11 importante, IIIa, qui partage un ancêtre commun le plus récent avec le groupe LD12/IIIb d'eau douce [3, 19] (ci-après LD12), a reçu relativement peu d'attention bien qu'il s'agisse d'un groupe clé pour étudier la transition évolutive de SAR11 du milieu marin. à l'eau douce. À ce jour, il n'y a que deux isolats signalés, HIMB114 (isolé de la côte d'Oahu, HI [8]) et IMCC9063 (isolé de la côte de Svalbard, Norvège [21]), mais ce manque d'étude systématique n'est pas révélateur de la pertinence de IIIa dans les systèmes aquatiques mondiaux. IIIa est la sous-clade SAR11 la plus abondante dans les eaux saumâtres et sa distribution varie en fonction de la salinité et de la position phylogénétique, avec deux branches primaires représentées par les deux isolats et leurs génomes [22, 23]. Dans une enquête sur la mer Baltique, le type IMCC9063 de SAR11 était le représentant le plus abondant dans les eaux saumâtres (salinité < 10) tandis que le type HIMB114 culminait dans les salinités saumâtres à marines [22]. Une tendance similaire a également été observée dans les estuaires du nord du golfe du Mexique dans lesquels plusieurs unités taxonomiques opérationnelles (OTU) de SAR11 IIIa étaient séparées écologiquement par des salinités supérieures et inférieures à ~10 [23]. Dans la baie de San Francisco (SFB), une étude basée sur l'amplicon du gène ARNr 16S basée sur l'OTU a également révélé que la sous-clade IIIa dominait aux salinités mésohalines [24]. De plus, les deux branches établies de IIIa étaient séparées par la température et la latitude dans les eaux polaires par rapport aux eaux tempérées [25]. Malgré les preuves d'une séparation des niches basée sur leurs distributions environnementales, les tolérances à la température et à la salinité de ces organismes n'ont pas été testées expérimentalement.

Il existe un manque comparatif d'informations sur la sous-clade IIIa par rapport aux autres SAR11, et seules des informations limitées ont été glanées à partir d'études utilisant la génomique comparative jusqu'à présent. Aucun des représentants IIIa ne contient de voie glycolytique complète, bien que la sous-clade voisine LD12 contienne une voie EMP typique [19] et que certains représentants de la sous-clade I aient une variante de la voie ED [26]. Alors que tous les membres de SAR11 dépendent du soufre réduit exogène, ni HIMB114 ni IMCC9063 n'ont le potentiel génomique d'utiliser le DMSO ou le DMSP comme les autres souches de SAR11 [15, 27,28,29]. Le métabolisme étendu de C1 trouvé dans d'autres souches SAR11 fait également défaut dans les génomes IIIa [17]. Contrairement à d'autres membres SAR11 bien étudiés, il a été rapporté que HIMB114 et IMCC9063 contiennent serABC pour la prototrophie glycine/sérine et IMCC9063 contient également un homologue tenA introuvable dans la sous-clade I qui peut permettre à AmMP plutôt qu'à HMP de servir de source de thiamine [ 14]. Ensemble, ces prédictions génomiques suggèrent que IIIa est fondamentalement différent des autres clades SAR11 bien étudiés dans certains aspects du potentiel métabolique qui s'aligne sur la tendance générale de la phylogénie SAR11 reflétant l'écologie unique et la nouveauté génomique de clades particuliers. De plus, le gène de l'ARNr 16S et les arbres phylogénomiques indiquent au moins trois sous-groupes IIIa distincts au lieu de deux seulement, ce qui soulève des questions sur une éventuelle diversification génomique et écologique supplémentaire au sein de IIIa [3, 30].

Pour améliorer notre compréhension de la variation génomique, écologique et physiologique présente dans la sous-clade IIIa de SAR11, nous avons mené une étude approfondie à partir de nouveaux isolats, de trois génomes fermés de ces souches et de 468 génomes SAR11 supplémentaires qui comprenaient de nouveaux métagénomes accessibles au public. génomes (MAG), des génomes à amplification unique (SAG) et 1059 échantillons métagénomiques provenant de divers habitats aquatiques. Nous avons examiné la pangénomique et l'écologie globale du groupe ainsi que la physiologie de la culture pure de deux de nos isolats. Nos résultats fournissent des preuves solides pour trois genres au sein de IIIa (IIIa.1, IIIa.2 et IIIa.3) dont la distribution écologique est définie au moins partiellement par la salinité. Nous définissons les adaptations génomiques qui séparent IIIa du reste des clades définis de SAR11, les trois sous-groupes de IIIa les uns des autres, et caractérisons partiellement la physiologie et la morphologie de deux isolats des branches IIIa avec des représentants cultivés. Nos souches SAR11 IIIa cultivées dans un milieu d'eau de mer artificiel défini et complexe, ainsi que leurs génomes, offrent de nouvelles opportunités pour l'étude détaillée de ce groupe.

Toutes les souches ont été isolées à l'aide de méthodes de dilution à extinction à haut débit et identifiées à l'aide de séquences de gènes d'ARNr 16S, comme indiqué précédemment [25, 31]. L'ADN de la souche LSUCC0261 a été séquencé à l'aide de HiSeq (Illumina) après préparation de la bibliothèque, comme indiqué précédemment [19] à l'Oklahoma Medical Research Facility. L'ADN des souches LSUCC0664 et LSUCC0723 a été envoyé à l'installation de préparation et de séquençage d'échantillons environnementaux du Laboratoire national d'Argonne pour la préparation et le séquençage de la bibliothèque. Nous avons coupé les lectures avec Trimmomatic v0.36 et assemblé les lectures coupées pour tous les génomes avec SPAdes v3.10.1 [32] en utilisant les paramètres par défaut avec le seuil de couverture réglé sur "auto". Nous avons vérifié la fermeture des génomes à l'aide de Pilon v1.22 [33] et vérifié la contamination des assemblages à l'aide de CheckM v1.0.5 [34] avec "lineage_wf". Voir le texte supplémentaire pour des méthodes détaillées sur l'isolement, le séquençage, l'assemblage, le regroupement et la vérification de la fermeture du génome.

Pour augmenter le nombre de génomes IIIa dans notre analyse, nous avons assemblé des MAG de la baie de San Francisco (SFB) [35] et des ensembles de données publics regroupés pour les génomes SAR11 hautement complets de toutes les sous-clades à l'aide de GTDB-Tk [36] comme indiqué dans le Supplémentaire Méthodes. Les sous-clades de SAR11 ont été délimitées à l'aide de la ramification phylogénétique (texte supplémentaire) [37,38,39], de l'identité BLAST du gène de l'ARNr 16S, de l'identité moyenne des nucléotides (ANI) [40] et de l'identité moyenne des acides aminés (AAI) (https://github .com/dparks1134/CompareM, paramètres par défaut). La génomique comparative a été réalisée à l'aide d'Anvi'o version 7.1 [41, 42] avec le flux de travail pangénomique (https://merenlab.org/2016/11/08/pangenomics-v2) comme indiqué précédemment [43] en utilisant les sources d'annotation suivantes de Interproscan [44] et anvi-estimate-metabolism : SMART, PRINTS, MobiDBLite, KEGG_Class, KOfam, Gene3D, ProSiteProfiles, SUPERFAMILY, Pfam, CDD, Coils, Hamap, ProSitePatterns, PANTHER, SFLD, KEGG_Module, PIRSF et TIGRFAM. Pfam et KOfam ont été principalement utilisés pour des recherches génétiques détaillées. Nous avons recherché des bactériophages dans les génomes assemblés de LSUCC0261, LSUCC0664 et LSUCC0723 en utilisant les bases de données Virsorter 'Virome' et 'RefSeq' [45]. Enfin, nous avons utilisé les valeurs de sortie de CheckM v1.0.5 [34] pour la comparaison des caractéristiques du génome (densité de codage, GC%, gènes prédits et taille estimée du génome). Nous avons estimé la taille du génome des génomes non fermés à partir de bases de données publiques qui étaient au moins complètes à 80 % en multipliant le nombre de paires de bases dans l'assemblage du génome par l'inverse du pourcentage d'achèvement estimé (tableau supplémentaire S1).

Pour examiner la distribution des génomes dans les systèmes aquatiques, nous avons sélectionné 1 059 métagénomes pour le recrutement de lecture dans les régions et catégories de salinité suivantes : mer Baltique (oligo-mésohaline) [46, 47], baie de Chesapeake (États-Unis) (frais-euhaline) [48 , 49], Columbia River (USA) (oligo-euhaline) [50], Mer Noire (polyhaline) [51], Golfe du Mexique (poly-euhaline) [52], Pearl River (Chine) (frais-polyhaline) [ 53], Baie de San Francisco (USA) (frais-euhaline) [35], BioGeoTraces (euhaline) [54], Tara Oceans (poly-euhaline) [55], et le North Pacific Subtropical Gyre (euhaline) [56] ( numéros d'accession disponibles dans le tableau supplémentaire S1). Nous avons effectué une cartographie des lectures et un calcul des abondances normalisées via les lectures par kilobase (de génome) par million (de paires de bases de lecture recrutées) (RPKM) à l'aide de RRAP [57].

Pour tester les plages de salinité et de température de nos isolats, nous avons cultivé des cultures pures dans leur milieu d'isolement sur une plage de forces ioniques et de températures dans l'obscurité sans agitation. Pour tester divers substrats C, N et S pouvant être utilisés par LSUCC0261, nous avons cultivé la culture dans un milieu JW2 modifié contenant une seule source de carbone, d'azote et de soufre (tableau supplémentaire S1) dans 96 puits de 2,1 ml de PTFE. plaques (Radleys, Essex, Royaume-Uni). Les concentrations des sources de nutriments ont été ajoutées pour imiter celles du milieu minimal d'origine comme suit : carbone 500 nM, azote 5 µM, soufre 90 nM pour la cystéine et la méthionine et 500 nM pour la taurine. Après trois transferts séquentiels des plaques toutes les 3 à 4 semaines, nous avons transféré tous les puits qui présentaient une signature cellulaire sur le cytomètre en flux dans des flacons en triple exemplaire avec les mélanges C/N/S correspondants et une concentration plus élevée du sous-état de carbone (50 µM ). Toutes les cultures ont été revérifiées pour la pureté après la conclusion de l'expérience via le séquençage Sanger du gène de l'ARNr 16S comme décrit [31]. Les concentrations cellulaires ont été dénombrées à l'aide d'un cytomètre en flux Guava EasyCyte 5HT (Millipore, Massachusetts, États-Unis) avec des paramètres précédemment rapportés [19, 31]. Les taux de croissance ont été calculés à l'aide d'une courbe de croissance clairsemée [58].

LSUCC0261 a été cultivé jusqu'à 106 cellules mL-1 et 50 mL de culture ont été fixés avec du glutaraldéhyde à 3 % à 4 °C pendant la nuit. Les cellules ont été filtrées sur un filtre à membrane en polycarbonate Isopore de 0, 2 µm (MilliporeSigma) et déshydratées avec des lavages de 20 minutes à 30%, 40%, 50%, 75%, 80%, 90%, 95% et 100% d'éthanol. Nous avons utilisé un système de séchage Tousimis 815 points critiques avec 100% d'éthanol. Les filtres ont ensuite été placés dans un sputtercoater Cressington 108 pendant 45 s et imagés sur le microscope électronique à balayage JSM-7001F-LV au centre d'excellence en nanoimagerie de l'Université de Californie du Sud (https://cni.usc.edu). LSUCC0664 a été cultivé jusqu'à 106 cellules mL-1 et 5 µL de culture ont été chargés sur une grille filmée en carbone de 300 mesh à décharge luminescente (EMS: CF300-cu). Nous avons éliminé l'excès de liquide avec du papier filtre après 2 min et coloré avec de l'acétate d'uranyle à 2 % (TED Pella Cat : 19481) pendant 1 min. Les échantillons ont été imagés avec un microscope électronique à transmission JEM-1400 à la Louisiana State University Shared Instrumentation Facility (https://www.lsu.edu/sif/). Nous avons estimé les volumes de cellules à l'aide du théorème centroïde de Pappus (texte supplémentaire).

Au cours de précédentes expériences de culture à grande échelle, nous avons isolé plusieurs souches de SAR11 IIIa du nord du golfe du Mexique [23, 31]. Nous avons choisi trois de ces isolats (LSUCC0261, LSUCC0664 et LSUCC0723) pour une étude génomique plus approfondie en fonction de leur distribution dans l'arbre génétique de l'ARNr 16S au sein de SAR11 IIIa [23]. Le séquençage et l'assemblage du génome ont abouti à un seul contig circulaire pour chaque génome isolé. Nous avons assemblé huit génomes SAR11 de la baie de San Francisco, dont deux membres de la sous-clade IIIa.3 (Fig. 1A). Les deux MAG IIIa.3 générés à partir de SFB étaient SFB9D2025, qui est de 0,6 Mb, 52,4 % d'exhaustivité, 5,7 % de contamination, et a été généré à partir d'eaux avec une salinité de 23,6, et SFB3D203, qui est de 0,9 Mb, 72,6 % d'exhaustivité, 6 % contamination, et a été généré à partir d'eaux avec une salinité de 5,7. De manière caractéristique des autres génomes SAR11, nos génomes isolés et d'autres de IIIa avaient une faible teneur en GC (29–30%) et une densité de codage élevée (96%) (tableau 1, Fig. S1 supplémentaire). Cependant, la sous-clade IIIa rejoint les sous-clades II et LD12 comme ayant des génomes plus petits que ceux de la sous-clade I (Fig. S1 supplémentaire).

Une comparaison par paires Phylogénie et ANI/AAI de SAR11 IIIa et IIIb/LD12. La phylogénie est un sous-ensemble de l'arbre phylogénomique trouvé dans la Fig. 2 supplémentaire. Les valeurs des nœuds sont des indicateurs du support bootstrap (n = 1000). Les étoiles indiquent les nouveaux isolats issus de cette analyse. Identité BLAST du gène ARNr B 16S vs AAI. Les barres grises indiquent les définitions des espèces et des genres en utilisant les gènes AAI [97] et ARNr 16S [60], le cas échéant.

La phylogénomique de 471 génomes SAR11 a résolu nos isolats en tant que nouveaux membres de la sous-clade IIIa (Fig. S2 supplémentaire) et a reproduit les trois sous-groupes IIIa précédemment observés, délimités par IIIa.1, IIIa.2 et IIIa.3 (Fig. 1A). Alors qu'une nomenclature similaire a été récemment proposée [30], nous avons reclassé les sous-groupes en utilisant les résultats de plusieurs génomes, l'identité des acides aminés (AAI) et l'identité du gène de l'ARNr 16S (Fig. 1B). Les identités du gène de l'ARNr 16S et de l'AAI montrent que IIIa.1 est plus similaire à IIIa.2 qu'à IIIa.3 (Fig. 1B). L'identité du gène de l'ARNr 16S la plus faible dans IIIa est de 92,1% (tableau supplémentaire S1). Les génomes au sein d'un sous-groupe ont des valeurs d'au moins 73 % d'AAI entre eux avec une chute d'au moins 10 % d'AAI entre les sous-groupes, ce qui indique également que chaque sous-groupe représente une classification au niveau du genre à l'aide de l'AAI [59] (Fig. 1A, B, tableau supplémentaire S1). Tous les génomes de IIIa ne contenaient pas une séquence de gène d'ARNr 16S, mais ceux qui en avaient partageaient> 97% d'identité de séquence d'ARNr 16S au sein d'un sous-groupe. Ceci est proche de la métrique d'identité de séquence d'environ 98% pour les espèces [60]. Nous proposons donc que IIIa représente une famille taxonomique composée de trois genres.

Nous avons recruté des lectures de 1059 métagénomes aquatiques couvrant des salinités de 0, 07 à 40, 2 à 469 génomes SAR11 pour évaluer la distribution globale relative de chaque génome dans les systèmes marins et estuariens (tableau supplémentaire S1). Nous avons classé la salinité selon le système de Venise (<0,5 fraîche, 0,5–4,9 oligohaline, 5–17,9 mésohaline, 18–29,9 polyhaline, 30–39,9 euhaline, > 40 hyperhaline) [61] et additionné les valeurs RPKM par sous-clade dans une catégorie de salinité pour chaque échantillon métagénomique. La sous-clade IIIa avait globalement une large distribution écologique avec une spécialisation de l'habitat par sous-groupe (Fig. 2A, B). IIIa.1 était principalement un clade polyhaline avec un recrutement limité aux sites avec des salinités <18. IIIa.2 était adapté à l'euhaline avec les plus faibles abondances relatives de IIIa. Les abondances de IIIa.1 et IIIa.2 étaient bien inférieures à celles de IIIa.3 en général (Fig. 2B). IIIa.3 était le sous-groupe IIIa le plus abondant dans les salinités <30 et semblait principalement adapté aux environnements méso/oligohalins (Fig. 2B). Les génomes CP31, CP15, LSUCC0261 et QL1 dominaient le recrutement de lecture dans les eaux mésohalines et LSUCC0261 était le génome isolé le plus abondant (Fig. 2A), contrairement à l'utilisation précédente de IMCC9063 et HIMB114 en tant que représentants de la sous-clade dans les ensembles de données de recrutement métagénomique [22 ].

A Recrutement métagénomique sur les génomes IIIa et IIIb/LD12 sur des sites avec des salinités ≤32. Les carreaux représentent un échantillon métagénomique qui sont disposés en augmentant la salinité sur l'axe des x. Les couleurs sur chaque carreau représentent les valeurs de lectures par kilobase (de génome) par million (de paires de bases de lecture recrutées) (RPKM) sur le site. Les couleurs sur l'axe des abscisses indiquent la catégorie de salinité à laquelle appartient l'échantillon classé par le système de Venise [61]. B Boxplot des valeurs RPKM additionnées par sous-clade pour chaque échantillon métagénomique regroupé par sous-clade et coloré par catégorie de salinité. L'encart affiche les valeurs RPKM additionnées transformées en journal pour la sous-clade IIIa.

Nous avons effectué une analyse pangénomique de l'ensemble des 471 génomes SAR11 pour définir les similitudes et les différences de contenu du génome au sein de IIIa et entre IIIa et les autres SAR11 dans le but de 1) quantifier les différences de potentiel métabolique et 2) lier la variation génomique à différentes distributions écologiques. Nos génomes d'isolats fermés et notre sélection élargie de taxons au sein de IIIa nous ont permis de définir si le contenu génomique précédemment rapporté de IMCC9063 et HIMB114 constituait des traits uniques ou déterminants de leurs sous-clades respectives. Bien que SAR11 contienne potentiellement dix sous-clades [3] ou plus [30], pour notre analyse, nous les avons condensées dans les grandes sous-clades I, II et LD12, et avons exclu les sous-clades IV et V puisque leur inclusion phylogénétique dans SAR11 est la source de rapports contradictoires. [30, 62, 63, 64, 65, 66]. La figure 3 résume les différences génomiques entre SAR11 soulignées ci-dessous et l'ensemble complet des grappes orthologues se trouve dans le tableau supplémentaire S1.

Les couleurs et le texte dans les cases indiquent la proportion de génomes dans une sous-clade dans laquelle le gène / la voie est présent. Les suites de gènes pour les transporteurs ABC ou les étapes multiples d'un processus ne sont notées que si tous les composants sont présents, tandis que les voies notables manquant un composant sont noté dans le texte.

Carbone central. IIIa avait prédit des gènes pour la voie des pentoses phosphates, le cycle TCA et la glucose 6-phosphate isomérase comme les sous-clades I, II et LD12. IIIa manquait le gène marqueur de glycolyse EMP, la phosphofructokinase, que les sous-clades II et LD12 possédaient. Outre un membre de IIIa.1, IIIa manquait également la pyruvate kinase couramment trouvée dans LD12 et MAG et SAG dans les sous-clades I et II. IIIa contenait de la pyruvate déshydrogénase (aceEF) comme les sous-clades I, II et LD12. Six génomes dans IIIa contenaient au moins deux copies d'aceE, avec QL1 contenant 5 copies. L'isocitrate lyase est la première enzyme du shunt du glyoxylate qui clive l'isocitrate en glyoxylate et en succinate. Le shunt glyoxylate n'a pas été conservé dans IIIa (Fig. 3), car seuls 2/8 génomes dans IIIa.1 et 5/9 génomes dans IIIa.3 contenaient de l'isocitrate lyase, y compris LSUCC0664 (IIIa.1) et LSUCC0261 (IIIa.3 ). Cependant, le génome de l'isolat fermé de LSUCC0723 (IIIa.1) ne contenait pas d'isocitrate lyase prédite, ce qui en fait le premier isolat signalé manquant cette voie. La deuxième étape du shunt du glyoxylate est réalisée par la malate synthase, qui était courante dans IIIa et dans toutes les autres sous-clades de SAR11. Le sous-groupe IIIa.3 et un seul génome non IIIa, SCGCAAA240_E13, contenaient de l'acyP qui décompose un phosphate d'acyle en un groupe phosphate, carboxyle et un proton.

Métabolisme C1. La plupart des génomes IIIa manquaient de formiate-tétrahydrofolate (THF) ligase et de formiate déshydrogénase pour la production de formiate et de CO2 à partir de la voie d'oxydation liée au THF, à l'exception de CP31 (IIIa.3) qui avait les deux (Fig. 3). Tous les génomes IIIa étaient dépourvus des gènes d'oxydation de la méthylamine qui étaient courants dans I/II SAR11, comme indiqué précédemment pour HIMB114 [8]. Deux génomes IIIa.3, CP31 et LSUCC0261, et six génomes LD12 (y compris le génome isolé fermé LSUCC0530) contenaient une perméase de transport de bicarbonate dépendante du sodium dans la famille des protéines SBT. Dans les cyanobactéries d'eau douce et estuariennes, cette protéine fonctionne comme un transporteur de bicarbonate de haute affinité qui concentre le carbone inorganique dans la cellule [67]. Ce transporteur probable de bicarbonate n'a été trouvé que dans CP31 et LSUCC0261 dans IIIa.3, qui étaient également deux des génomes qui recrutaient fortement des métagénomes estuariens (Fig. 2). Bien que SAR11 ne soit pas connu pour être capable d'utiliser le carbone inorganique pour la croissance, leurs génomes contiennent de l'anhydrase carbonique et des enzymes anaplérotiques pour utiliser le carbone inorganique comme intermédiaires dans les segments du métabolisme central du carbone [68].

Acides aminés. IIIa et LD12 possédaient les gènes de la D-alanine transaminase et de l'alanine racémase pour convertir l'alanine en pyruvate, contrairement aux autres SAR11. Quatorze des vingt génomes de IIIa, y compris nos trois génomes isolés, contenaient serABC pour la production de sérine et de glycine à partir de la glycolyse. Les isolats de la sous-clade I manquaient notablement de la suite génétique complète et dépendaient par conséquent de la glycine et de la sérine externes pour leurs besoins cellulaires [10, 13], mais notre analyse a révélé que cette suite génétique était présente dans certains MAG et SAG dans I/II et LD12 ( figure 3). IIIa et LD12 avaient également plusieurs copies de metE, une méthionine synthase indépendante de B12. Bien que ce gène soit présent dans les génomes I/II, les membres de IIIa.3 et LD12 possédaient jusqu'à trois copies couvrant plusieurs groupes de gènes orthologues (tableau supplémentaire S2).

Soufre. Comme tous les SAR11, les IIIa semblent dépendants des composés soufrés réduits et ne contiennent aucune voie complète d'assimilation ou de dissimilation des sulfates [17, 19]. On prévoyait que I / II SAR11 utiliserait le DMSO et le DMSP, mais tous les génomes IIIa, ainsi que LD12, manquaient de dmdA pour l'utilisation du DMSP par la voie de déméthylation, confirmant l'observation précédente dans les génomes isolés IMCC9063 et HIMB114 [69].

Azote et uréase. Tous les SAR11 devaient utiliser de l'ammoniac et synthétiser du glutamate et de la glutamine, bien que les voies de synthèse du glutamate soient variables. Près de la moitié des membres de IIIa et la plupart des membres de LD12 avaient glnB, une partie du système de réponse à l'azote P-II fréquemment trouvée chez les protéobactéries qui est absente chez les autres membres de SAR11 [12] (Fig. 3). Le gène glnD associé à P-II n'a été trouvé dans aucun génome, il n'est donc pas clair quelles différences de réponse à l'azote, le cas échéant, glnB peut conférer pour IIIa/LD12. Nous avons trouvé un opéron de suite de gènes d'uréase, ureABC, et des protéines accessoires ureEFGHJ dans le génome de l'isolat LSUCC0261 (IIIa.3) avec le transporteur nickel/peptide ABC couramment trouvé dans SAR11. Les opérons d'uréase fonctionnels nécessitent un cofacteur de nickel [70], de sorte que la présence de l'uréase et des protéines accessoires juste en aval du transporteur ABC indique une suite de gènes fonctionnels probables, ce que nous avons confirmé par des expériences de croissance (ci-dessous). Trente-six MAG de la sous-clade I contenaient également la suite de gènes d'uréase (tableau supplémentaire S2). L'uréase dans SAR11 a été signalée pour la première fois dans la zone déficiente en oxygène du Pacifique nord tropical oriental où jusqu'à 10% de SAR11 contiendraient les gènes [71]. Le nôtre est le premier isolat SAR11 signalé à contenir de l'uréase et le seul membre existant de IIIa ou LD12 avec ces gènes.

Polyhydroxyalcanoates. Nous avons trouvé 11/20 génomes dans IIIa.1/IIIa.3 et 8/11 génomes dans LD12 contenaient du phaABC et une protéine phasine associée pour la production et l'utilisation prévues de polyhydroxybutyrate (ou d'un autre polyhydroxyalcanoate) (Fig. 3). Dans d'autres organismes, les protéines phaABC et phasine permettent aux cellules de stocker du carbone intracellulaire lorsque le carbone est élevé, mais qu'un autre composant essentiel de la croissance tel que l'azote, le phosphore, le magnésium ou l'oxygène est limitant/déséquilibré [72]. Il a également été noté que ces granules protègent les cellules des facteurs de stress tels que la température, les espèces réactives de l'oxygène, le choc osmotique, le stress oxydatif ou les dommages causés par les UV [73]. Ces gènes ont déjà été signalés dans des génomes IIIa.1 limités [74, 75], mais nous étendons cette observation à d'autres isolats et confirmons que le potentiel de synthèse des granules de stockage est un phénomène répandu dans les sous-clades IIIa et LD12. De plus, ce phénotype potentiel contraste avec le concept de cellules océaniques SAR11 stockant du phosphate dans un tampon extracellulaire [76]. La pression de sélection pour cette suite de gènes nécessite une étude plus approfondie étant donné le large éventail de fonctions de ces composés et la charge nutritive généralement élevée des eaux côtières et saumâtres où prédominent IIIa et LD12.

Les métaux. Le transporteur Fe3+ ABC commun dans la sous-clade I/II SAR11 a été trouvé tout au long de IIIa. Deux représentants IIIa.1, trois IIIa.3 et sept représentants LD12 ainsi que trois génomes de la sous-clade I/II contenaient également efeU, un transporteur de fer ferreux de haute affinité (Fe2+), et les membres IIIa.3 et LD12 contenaient un fer ferreux ( Fe2+) pompe d'efflux fieF pour l'élimination du fer et du zinc des cellules [77] (Fig. 3). Il a été noté que les systèmes estuariens contiennent des quantités importantes de Fe2+ disponible [78], de sorte que ces gènes indiquent une niche potentielle de disponibilité du fer dont certains de ces SAR11 spécialisés peuvent profiter.

Solutés compatibles. Une perméase d'ectoïne a été trouvée dans toutes les sous-clades SAR11 à l'exception de IIIa.2 et LD12, mais seuls les membres IIIa.3 LSUCC0261, CP15 et CP55 (et quatre SAGS d'autres sous-clades) devaient synthétiser l'hydroxyectoïne à partir de l'ectoïne (Fig. 3). L'hydroxyectoïne est une molécule osmoprotectrice à large spectre pour les cellules, peut protéger les cellules contre la dessiccation, et sa production a été augmentée pendant la phase stationnaire lorsqu'elle est cultivée dans un stress salin élevé dans un milieu minimal dans l'halophile Virgibacillus halodenitrificans PDB-F2 [79, 80]. Le transporteur glycine bétaïne/proline était présent tout au long de IIIa, mais les représentants IIIa.3 LSUCC0261, CP15 et QL1 étaient les seuls membres qui contiennent toutes les sous-unités, y compris la sous-unité de liaison à l'ATP. Ce transporteur manquait complètement dans LD12 [19]. Les membres IIIa.3 LSUCC0261 et CP15 étaient les seuls membres de IIIa capables de transporter la taurine comme les sous-clades I/II. IIIa manquait également de synthèse / transport de mannitol, de transport de sorbitol, de synthèse de sarcosine et de synthèse de TMAO bien que ces systèmes se trouvent dans certains autres I / II SAR11. Ces découvertes montrent que IIIa contenait des nombres intermédiaires de gènes de soluté compatibles entre ceux de I/II et LD12 (Fig. 3). IIIa.3 contenait les gènes de soluté les plus compatibles dans IIIa.

Vitamines/cofacteurs et autres caractéristiques génomiques. Six génomes IIIa.3 (y compris les isolats IMCC9063 et LSUCC0261), un génome IIIa.1 et trois SAG en dehors de IIIa contenaient dixA qui devraient permettre aux cellules d'utiliser AmMP plutôt que HMP comme source de précurseur de thiamine contrairement aux autres SAR11 [14 ], Cette distinction est intéressante car nous avons également vérifié que la perte précédemment rapportée du gène thiL [14] pour phosphoryler le monophosphate de thiamine en diphosphate de thiamine biologiquement disponible (TPP) était conservée dans toute la sous-clade IIIa. Ainsi, bien que IIIa puisse présenter une certaine différenciation de niche par rapport à Ia via l'importation d'un précurseur de thiamine différent, la manière dont IIIa produit du TPP à utiliser dans la cellule n'est pas résolue (texte supplémentaire). Comme les autres SAR11, IIIa avait de la protéorhodopsine – IIIa.1 était un mélange de vert et de bleu (acide aminé L/Q en position 105, respectivement), IIIa.2 a du bleu, IIIa.3 a du vert (Fig. S3, Texte supplémentaire) . Ces réglages spectraux correspondent à la distribution écologique et à la source des génomes avec des génomes provenant de systèmes estuariens avec des distributions mésohalines/polyhalines ayant du vert. HIMB114, CP1 et AG_894_A09 contenaient deux copies de protéorhodopsine appartenant à deux groupes orthologues (tableau supplémentaire S2) - dont les implications ne sont actuellement pas claires et nécessitent une étude plus approfondie. Les isolats LSUCC0723, LSUCC0664 et LSUCC0261 ne contenaient aucune signature bactériophage identifiable selon Virsorter (tableau supplémentaire S1).

Nous avons testé les tolérances à la salinité de deux isolats dans IIIa, LSUCC0664 (IIIa.1) et LSUCC0261 (IIIa.3), pour contextualiser les données écologiques rapportées ci-dessus et comprendre si la distribution des données écologiques représente les capacités physiologiques des organismes. LSUCC0664 (IIIa.1) a augmenté à des salinités de 5,8 à 34,8 et LSUCC0261 (IIIa.3) à des salinités de 1,5 à 34,8, les deux avec un optimum de 11,6. Bien que les deux isolats aient une plage de croissance de salinité qui se chevauchent, LSUCC0261 (IIIa.3) a augmenté plus rapidement que LSUCC0664 (IIIa.1) à toutes les salinités à l'exception de 23,3 et 34,8, et pourrait notamment croître à des salinités inférieures à LSUCC0664 (Fig. 4). Ces données indiquent que les sous-groupes IIIa sont euryhalins (capables d'habiter une large gamme de salinités) en contraste net avec le clade sœur LD12 [19]. Nous avons également testé l'isolat LSUCC0261 (IIIa.3) pour sa plage de température/optimum. Il pourrait se développer à des températures de 12 à 35 ° C, son optimum de 30 ° C indiquant une préférence pour les eaux plus chaudes (Fig. S4 supplémentaire). Alors que les taux de croissance entre 30 et 35 ° C étaient similaires, LSUCC0261 a atteint une densité cellulaire plus élevée à 30 ° C (Fig. S4 supplémentaire).

Taux de croissance et temps de doublement de LSUCC0664 (IIIa.1) en orange et LSUCC0261 (IIIa.3) en bleu dans des milieux de salinités variables.

Nous avons cultivé LSUCC0261 (IIIa.3) dans un milieu d'eau de mer artificiel minimal pour tester la capacité de l'isolat à utiliser des sources individuelles de carbone, d'azote et de soufre avec une variété de combinaisons de substrats (Figs. S5 et S6 supplémentaires, Tableau supplémentaire S1). Nous avons testé le pyruvate, le citrate, le ribose, l'acétate, le succinate et l'acide α-cétoglutarique comme sources de C, l'urée et l'ammoniac comme sources de N, et la cystéine et la méthionine comme sources de S. L'acide oxaloacétique, la taurine, le dextrose, le sulfate, le DMSO et le DMSP n'ont pas soutenu la croissance. Ces résultats sont conformes à ce qui avait été prédit par la génomique, à l'exception de l'acide oxaloacétique qui aurait dû être utilisable comme source de carbone en raison de la présence de maeB et de son utilisation dans l'isolat HTCC1062 [10]. Contrairement également à notre étude, HTCC1062 a pu utiliser la taurine mais pas l'acétate en remplacement du pyruvate [10] indiquant de multiples différences physiologiques entre les deux isolats.

La microscopie électronique à balayage pour LSUCC0261 et la microscopie électronique à transmission pour LSUCC0664 ont montré que les deux cellules étaient des tiges incurvées comme celle des autres SAR11 et capables de coller à l'intérieur des pores d'un filtre gravé au laser de 0, 1 μm (Fig. 5A, B). Nous avons estimé les cellules à 100–300 nm d'épaisseur pour LSUCC0261 et 150–240 nm d'épaisseur pour LSUCC0664 (Fig. S7K supplémentaire), 0,2–1 μm de long pour LSUCC0261 et 0,4–1,5 μm de long pour LSUCC0664 (Fig. S7L supplémentaire), avec volumes compris entre 0,01 et 0,05 μm3 pour LSUCC0261 et 0,015 et 0,04 μm3 pour LSUCC0664 (Fig. S7M supplémentaire). Ces valeurs sont en ligne avec d'autres estimations de SAR11 [81], confirmant ainsi la morphologie conservée sur de grandes distances évolutives chez les Pelagibacterales. Ces tailles sont également remarquables puisque les diamètres SAR11 pourraient permettre à certaines cellules de passer à travers des filtres de 0,2 µm traditionnellement utilisés, tandis que leurs longueurs pourraient entraîner leur collecte sur des filtres de 0,8 à 1 µm, qui sont parfois utilisés pour séparer les taxons «attachés aux particules». Ainsi, SAR11 peut en fait être sous-échantillonné dans les métagénomes de fraction de taille de 0,2 à 1 µm.

Une image de microscopie électronique à balayage d'une seule cellule LSUCC0261. B Image au microscope électronique à balayage de nombreuses cellules et débris cellulaires LSUCC0261. AB indique une barre d'échelle de 1 µm. C Image de microscopie électronique à transmission d'une seule cellule LSUCC0664 probablement à mi-division avec une barre d'échelle de 200 nm.

Cette étude est la première à se concentrer systématiquement sur la sous-clade IIIa SAR11 et constitue l'étude pangénomique la plus récente des génomes SAR11 de haute qualité accessibles au public et de leurs relations phylogénétiques. Nous avons contribué plusieurs nouvelles cultures pures, leurs génomes complets et 2 MAG IIIa. Les rapports précédents sur le contenu génomique IIIa se sont principalement concentrés sur les exceptions au métabolisme d'autres sous-clades SAR11. Grâce à notre sélection élargie du génome, nous avons déterminé si ces résultats étaient des caractéristiques conservées dans IIIa ou uniques à des isolats individuels. Notre étude établit la prototrophie de la glycine et de la sérine, la perte de DMSO, de DMSP et d'une grande partie du métabolisme C1, la présence de gènes phaABC, la perte de thiL et une distribution en mosaïque du shunt du glyoxylate en tant que traits génomiques conservés dans IIIa.

Nous avons en outre confirmé plusieurs de ces prédictions génomiques via la physiologie de la croissance. L'isolement des taxons LSUCC0261, LSUCC0664 et LSUCC0723 a testé la prototrophie de la sérine et de la glycine car LSUCC0261 a été isolé dans un milieu JW2 qui ne contient ni glycine ni sérine, et LSUCC0664 et LSUCC0723 ont été isolés dans un autre milieu, MWH2, qui ne contenait ni glycine ni sérine. soit mais avait de la glycine bétaïne. HTCC1062 pourrait oxyder la glycine bétaïne comme source de glycine de remplacement [10], mais LSUCC0664 et LSUCC0723 n'ont pas les gènes pour convertir la glycine bétaïne en glycine. Ainsi, la culture et la propagation de ces isolats dans nos milieux confirment la prototrophie de la glycine et de la sérine dans IIIa. De plus, LSUCC0261 ne nécessitait pas de glycine ou de sérine dans les expériences sur milieu minimal (Fig. S4 supplémentaire) et ne pouvait pas utiliser les composés soufrés réduits DMSP et DMSO comme les autres SAR11 [28].

Cette étude est la première croissance signalée d'un isolat SAR11 utilisant l'urée comme seule source d'azote. L'absorption d'urée marquée par SAR11 a été observée in situ et l'uréase peut être courante dans OMZ SAR11 [71]. Bien que nous n'ayons observé la suite de gènes d'uréase que dans un génome IIIa (LSUCC0261), ces gènes d'uréase SAR11 ont été trouvés dans les métagénomes de la colonne d'eau de la baie de San Francisco (Figs. S8 et S9 supplémentaires), ce qui suggère que ce métabolisme est important pour le SAR11 estuarien. Des travaux futurs seront nécessaires pour déterminer si LSUCC0261 utilise l'urée comme source d'azote, de carbone ou les deux, explorer la fréquence de l'uréase dans les populations côtières et identifier les circonstances dans lesquelles l'uréase offre un avantage concurrentiel dans SAR11.

Loin d'être une sous-clade monolithique avec des caractéristiques universelles, nous proposons que la sous-clade IIIa représente une famille au sein de l'ordre Pelagibacterales et que les sous-groupes sont équivalents aux genres définis à la fois par l'identité du gène de l'ARNr 16S et l'AAI (Fig. 1) [59, 60]. Les genres avaient des distributions spatio-temporelles uniques (Fig. 2B), ce qui correspond à notre compréhension de la délimitation historique des différents écotypes SAR11 [3, 6, 30, 82]. Des études antérieures ont défini trois branches phylogénétiques représentées par HIMB114 comme une branche côtière (IIIa.1), IMCC9063 (IIIa.3) comme une branche mésohaline et une branche océanique non cultivée entre elles [3, 22]. Notre sélection de taxons élargie et notre comparaison à plus d'un millier de métagénomes affinent notre compréhension de la distribution des sous-clades. Alors que IIIa.3 était le plus abondant des sous-groupes dans l'ensemble, ces organismes préféraient des salinités légèrement inférieures à IIIa.1, et IIIa.2 était principalement un groupe marin. Une telle différenciation de la salinité à petite échelle était étayée par des données physiologiques. L'isolat IIIa.1 LSUCC0664 n'a pas pu se développer aux salinités les plus basses possibles pour LSUCC0261 (IIIa.3) (Fig. 4). LSUCC0261 était également le mieux adapté aux salinités intermédiaires, tandis que LSUCC0664 s'est beaucoup mieux développé en comparaison avec des salinités plus élevées (Fig. 4).

Il existe une importante diversité métabolique entre les sous-groupes au sein de IIIa, IIIa.3 étant le plus distinct. Plusieurs traits métaboliques étaient uniques à IIIa.3 ou partagés uniquement avec le clade LD12 d'eau douce. En plus de la capacité de transporter Fe3+ via le transport ABC comme les autres SAR11, IIIa peut utiliser un transporteur de fer ferreux de haute affinité (Fe2+) et IIIa.3/LD12 peut pomper Fe2+ et le zinc des cellules [77]. IIIa.3 contenait acyP qui clive l'acyl-phosphate en un phosphate et un carboxylate qui peut servir de tactique évolutive parallèle pour piéger le phosphate de la même manière que le clivage du méthylphosphonate dans les génomes Ia comme HTCC7211 [83] ou pourrait agir simplement comme un moyen supplémentaire de recycler acétate pour le métabolisme central du carbone de la cellule. IIIa.3 a le potentiel pour AmMP de répondre aux besoins en thiamine au lieu de dépendre de HMP comme la plupart des autres SAR11 [14] en raison de la présence de tenA. Dans une récente enquête sur les concentrations de composés liés à la thiamine dans l'Atlantique Nord, l'AmMP a été trouvé à des concentrations similaires mais plus élevées que le HMP dans plusieurs stations marines [84]. Cela représente une étape cruciale de différenciation de niche pour IIIa.3 des autres SAR11, y compris les groupes frères IIIa.1 et IIIa.2 qui dépendent probablement du HMP [14]. La délétion conservée de thiL par la sous-clade IIIa, qui convertit le monophosphate de thiamine (TP) en diphosphate de thiamine (TPP) biologiquement utilisable, reste inexplicable car il semble que ces organismes nécessitent encore du diphosphate de thiamine. Par exemple, huit génomes couvrant les trois sous-groupes de IIIa ont plusieurs copies de gènes du composant aceE E1 de la pyruvate déshydrogénase et QL1 a cinq copies. Ceci est remarquable parce que les duplications de gènes dans SAR11 sont limitées [8], et aussi parce que l'aceE a besoin de diphosphate de thiamine comme cofacteur pour combiner le diphosphate de thiamine et le pyruvate pour fabriquer de l'acétyl-CoA [85]. Il est donc probable qu'un gène actuellement non annoté puisse compléter cette conversion finale. Un candidat possible est une adénylate kinase trouvée dans tous les SAR11 qui peut convertir le diphosphate de thiamine en triphosphate de thiamine [86]. Combinés, ces changements métaboliques notables dans IIIa.3 permettent probablement à la sous-clade d'exploiter des ressources environnementales que d'autres SAR11 sont incapables d'utiliser et de contribuer au succès écologique du groupe par rapport aux autres groupes de IIIa.

On pense que les taxons authentiques adaptés aux estuaires sont rares par rapport aux versions marines et d'eau douce [87]. Des recherches antérieures sur les exutoires fluviaux ont débattu de la question de savoir si des lignées adaptées aux estuaires pouvaient réellement exister ou si les membres de la communauté dans les zones estuariennes sont simplement un mélange de communautés d'eau douce et marines, car les courts temps de séjour de l'eau estuarienne rendent peu probable une communauté établie [88]. Cependant, une véritable communauté saumâtre dans la mer Baltique entre des salinités de 5 à 8 était distincte des membres de la communauté frais et salés [89]. La physiologie, la distribution écologique, le contenu génétique et la position sœur de IIIa à LD12 soutiennent tous le concept d'une origine estuarienne du dernier ancêtre commun de IIIa/LD12. Par la suite, un sous-groupe de IIIa est resté adapté aux estuaires (IIIa.3), tandis que les autres sous-groupes se sont diversifiés dans des niches de salinité de plus en plus élevées au fil du temps (IIIa.1 et IIIa.2). De telles transitions marine-eau douce dans l'évolution de la lignée bactérienne sont rares [90], bien que nous trouvions d'autres exemples à mesure que davantage de données deviennent disponibles [91]. Des bactéries telles que les Méthylophilacées ont récemment été documentées comme ayant des origines d'eau douce pour les parents marins [92] et certaines diatomées telles que les Thalassiosirales ont des transitions marines à eau douce suivies de transitions marines ultérieures [93]. Alors que IIIa semble être un clade de transition se diversifiant des eaux estuariennes vers les systèmes marins, davantage de génomes et des recherches supplémentaires sur la physiologie et la biogéographie sont nécessaires pour améliorer notre compréhension des origines évolutives et de la trajectoire de ce groupe.

Plus généralement, la sous-clade IIIa représente un groupe intermédiaire dans la transition évolutive SAR11 de l'eau marine à l'eau douce. Ces organismes habitent une large gamme de salinités mais sont des spécialistes de l'eau saumâtre et partagent un ancêtre commun le plus récent avec la sous-clade LD12 exclusivement douce et peu saumâtre. On pense que le dernier ancêtre commun de tous les SAR11 est un organisme marin rationalisé [94], et nous émettons actuellement l'hypothèse qu'une étape évolutive clé qui a permis la colonisation de l'eau douce s'est produite par la perte de gènes de transport d'osmolyte (pour la glycine-bétaïne, la proline , ectoïne et hydroxyectoïne) dans la branche LD12 [19]. Le compromis pour cette perte de gène était que LD12 était empêché de réhabiter les eaux salées [19]. Nous pouvons utiliser les connaissances de la sous-clade IIIa acquises grâce à cette étude pour spéculer davantage sur le moteur de cette transition évolutive. Les deux isolats, LSUCC0261 et LSUCC0664, ont une gamme de croissance euryhaline. Bien que cela soit remarquable en soi, il est peut-être plus important que LSUCC0261 n'ait pas pu se développer dans les milieux de salinité les plus faibles testés, c'est-à-dire l'eau douce. Qu'est-ce qui empêche cette croissance aux salinités les plus fraîches reste une question importante. Les principales caractéristiques de SAR11 sont de petits génomes rationalisés qui ont une faible capacité de régulation [9] et un nombre élevé de gènes exprimés de manière constitutive [95]. Un scénario probable est que l'expression constitutive IIIa des gènes de transporteur d'osmolyte empêche ces taxons d'habiter l'eau douce de sorte que leur perte laisse les lignées LD12 terminer la transition des taxons d'eau saumâtre faible à vraiment d'eau douce. Nous étudions actuellement cette hypothèse avec des isolats de IIIa et LD12. Bien que la trajectoire évolutive de LD12 puisse passer par l'ancêtre commun de IIIa et LD12 comme indiqué ci-dessus, il existe de plus en plus de preuves que les groupes SAR11 apparemment exclusivement marins peuvent également coloniser les environnements d'eau douce soit sporadiquement, soit en très faible abondance, soit les deux [91, 96 ].

Dans l'ensemble, cette étude représente l'analyse la plus complète de SAR11 IIIa à ce jour et constitue un tremplin nécessaire dans la compréhension de SAR11 IIIa, de son rôle dans les systèmes estuariens et de sa place intermédiaire dans l'évolution de SAR11 des environnements marins aux environnements d'eau douce. Des travaux futurs sur IIIa sont nécessaires pour contextualiser les fonctions des pertes et gains de gènes notés, le mode d'interaction de IIIa avec les dérivés de la thiamine et la mesure dans laquelle les membres IIIa interagissent avec la dynamique des nutriments dans les estuaires, y compris l'urée et la production de polyhydroxyalkanoates.

Les nouveaux génomes ajoutés à partir de cette étude sont disponibles sur FigShare à (https://doi.org/10.6084/m9.figshare.21350343). Les génomes d'isolats assemblés pour LSUCC0261, LSUCC0664 et LSUCC0723 sont disponibles sur IMG sous les ID de génome 2728369215, 2770939455 et 2739368061, respectivement. Les lectures brutes du génome des isolats sont disponibles sur NCBI sous l'accession PRJNA864866. Les génomes assemblés par métagénome de la baie de San Francisco sont disponibles sur NCBI sous les accessions BioSample SAMN30106608-SAMN30106615. Les fiches techniques accessoires de cette publication, y compris le résumé du pangénome, sont hébergées via FigShare (https://figshare.com/projects/Ecophysiology_and_genomics_of_the_brackish_water_adapted_SAR11_subclade_IIIa/144939). Les cryostocks d'isolats utilisés dans cette analyse sont disponibles sur demande.

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Nous tenons à remercier le Louisiana State University Shared Instrumentation Facility (SIF) et le University of Southern California Center for Electron Microscopy and Microanalysis (CEMMA) pour la formation et la disponibilité de microscopes électroniques pour imager nos isolats. Nous tenons également à remercier le Dr Casey Barr pour sa formation sur le microscope électronique à balayage et le Dr Ying pour son fonctionnement du microscope électronique à transmission. Les auteurs remercient le Center for Advanced Research Computing (CARC) de l'Université de Californie du Sud (https://carc.usc.edu), ainsi que les ressources informatiques hautes performances fournies par la Louisiana State University (http://www. hpc.lsu.edu), et le Stanford Research Computing Center pour avoir fourni des ressources informatiques qui ont contribué aux résultats de recherche rapportés dans cette publication. Ce travail a été soutenu par un Simons Early Career Investigator in Marine Microbial Ecology and Evolution Award et des subventions du NSF Biological Oceanography Program (OCE-1747681 et OCE-1945279) à JCT.

Financement en libre accès fourni par SCELC, Statewide California Electronic Library Consortium.

Département des sciences biologiques, Université de Californie du Sud, Los Angeles, CA, 90089, États-Unis

V. Celeste Lanclos, Conner Y. Kojima, Chuankai Cheng et J. Cameron Thrash

Département des sciences du système terrestre, Université de Stanford, Stanford, CA, 94305, États-Unis

Anna N. Rasmussen et Christopher A. Francis

Département des sciences géophysiques, Université de Chicago, Chicago, IL, 60637, États-Unis

Michael W. Henson

Département des sciences biologiques et Musée des sciences naturelles, Louisiana State University, Baton Rouge, LA, 70803, États-Unis

Brant C. Faircloth

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VCL a effectué l'analyse des données, l'expérimentation, généré les chiffres et rédigé l'article. L'ANR, CYK et CC ont analysé les données et contribué aux chiffres. MWH, BCF et CAF ont fourni des souches, des données et/ou des réactifs. JCT a conçu l'étude, obtenu un financement, effectué une analyse des données et aidé à la préparation du manuscrit. Tous les auteurs ont apporté des modifications au manuscrit final.

Correspondance avec J. Cameron Thrash.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

Lanclos , VC , Rasmussen , AN , Kojima , CY et al. Écophysiologie et génomique des eaux saumâtres adaptées à la sous-clade IIIa de SAR11. ISME J 17, 620–629 (2023). https://doi.org/10.1038/s41396-023-01376-2

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Reçu : 02 août 2022

Révisé : 06 janvier 2023

Accepté : 20 janvier 2023

Publié: 04 février 2023

Date d'émission : avril 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s41396-023-01376-2

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